Commission Regulation (EU) No 252/2012 of 21 March 2012 laying down methods of sampling and analysis for the official control of levels of dioxins, dioxin-like PCBs and non-dioxin-like PCBs in certain foodstuffs and repealing Regulation (EC) No 1883/2006 Text with EEA relevance
| Poids du lot (en tonnes) | Poids ou nombre des sous-lots |
|---|---|
| ≥ | 500 tonnes |
| > 300 et < | 3 sous-lots |
| ≥ 50 et ≤ 300 | 100 tonnes |
| < 50 | — |
| Poids du lot (en tonnes) | Poids ou nombre des sous-lots |
|---|---|
| ≥ 15 | 15-30 tonnes |
| < 15 | — |
| Poids ou volume du lot/sous-lot (en kg ou en litre) | Nombre minimal d’échantillons élémentaires à prélever |
|---|---|
| < 50 | |
| De 50 à 500 | |
| > 500 |
| Nombre d’emballages ou d’unités dans le lot/sous-lot | Nombre d’emballages ou d’unités à prélever |
|---|---|
| De 1 à 25 | Au moins 1 emballage ou unité |
| De 26 à 100 | 5 % environ, au moins 2 emballages ou unités |
| > 100 | 5 % environ, 10 emballages ou unités au maximum |
Si le lot à échantillonner contient des poissons de petite taille (d’un poids individuel inférieur à 1 kg environ), le poisson entier est pris comme échantillon élémentaire en vue de la constitution de l’échantillon global. Si l’échantillon global qui en résulte pèse plus de 3 kg, les échantillons élémentaires peuvent être constitués de la partie médiane, d’un poids individuel d’au moins 100 grammes, des poissons composant l’échantillon global. La partie entière à laquelle s’applique la teneur maximale est utilisée pour l’homogénéisation de l’échantillon. La partie médiane du poisson est celle où se trouve le centre de gravité. Celui-ci se situe dans la plupart des cas au niveau de la nageoire dorsale (lorsque le poisson en a une) ou à mi-distance entre l’ouverture branchiale et l’anus. Si le lot à échantillonner contient des poissons plus grands (d’un poids individuel supérieur à environ 1 kg), l’échantillon élémentaire est constitué par la partie médiane du poisson. Chaque échantillon élémentaire pèse au moins 100 grammes. Dans le cas des poissons de taille intermédiaire (environ de 1 à 6 kg), l’échantillon élémentaire consiste en une tranche de poisson prélevée entre la grande arête et le ventre, dans la partie médiane du poisson. Dans le cas des poissons de très grande taille (par exemple > environ 6 kg), l’échantillon élémentaire est constitué de chair prélevée sur le muscle dorsolatéral droit (vue de face) dans la partie médiane du poisson. Dans le cas où le prélèvement d’un tel morceau de la partie médiane du poisson entraînerait une perte économique significative, ou bien le prélèvement de trois échantillons élémentaires d’au moins 350 grammes chacun peut être considéré comme suffisant, quelle que soit la taille du lot, ou bien deux parties égales de chair peuvent être prélevées, l’une sur le muscle à proximité de la queue et l’autre sur le muscle à proximité de la tête, pour constituer l’échantillon élémentaire représentatif de la teneur en dioxines de l’ensemble du poisson.
Les dispositions du point III.3 concernant la constitution de l’échantillon s’appliquent. Si une classe/catégorie de grandeur ou de poids est prédominante (environ 80 % du lot ou plus), l’échantillon est prélevé sur les poissons appartenant à cette classe/catégorie prédominante. Cet échantillon doit être considéré comme étant représentatif de l’ensemble du lot. Si aucune classe/catégorie particulière de grandeur ou de poids ne prédomine, il convient de veiller à ce que les poissons sélectionnés en vue de la constitution de l’échantillon soient représentatifs du lot. Le document intitulé " Guidance document on sampling of whole fishes of different size and/or weight "http://ec.europa.eu/food/food/chemicalsafety/contaminants/cadmium_en.htm
en calculant l’incertitude élargie à l’aide d’un facteur d’élargissement de 2 qui donne un niveau de confiance d’environ 95 %. Un lot ou sous-lot est non conforme si la valeur mesurée moins U dépasse la limite autorisée fixée, en établissant la limite de décision (CCα) conformément aux dispositions de la décision 2002/657/CE (point 3.1.2.5 de l’annexe I de ladite décision – cas de substances pour lesquelles une limite autorisée est fixée). Un lot ou sous-lot est non conforme si la valeur mesurée est égale ou supérieure à la CCα.
effectuée selon une méthode de dépistage avec un taux de faux conformes inférieur à 5 % indique que la teneur ne dépasse pas les limites maximales correspondantes fixées pour les PCDD/F et la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine dans le règlement (CE) n o 1881/2006,effectuée selon une méthode de confirmation ne dépasse pas les limites maximales correspondantes fixées pour les PCDD/F et la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine dans le règlement (CE) n o 1881/2006, compte tenu de l’incertitude de mesure.
en calculant l’incertitude élargie à l’aide d’un facteur d’élargissement de 2 qui donne un niveau de confiance d’environ 95 %. Un lot ou sous-lot est non conforme si la valeur mesurée moins U dépasse la limite autorisée fixée. En cas de dosage distinct des PCDD/F et des PCB de type dioxine, la somme des estimations de l’incertitude élargie des résultats d’analyse distincts concernant les PCDD/F et les PCB de type dioxine doit être utilisée pour l’estimation de l’incertitude élargie de la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine, en établissant la limite de décision (CCα) conformément aux dispositions de la décision 2002/657/CE (point 3.1.2.5 de l’annexe I de ladite décision – cas de substances pour lesquelles une limite autorisée est fixée). Un lot ou sous-lot est non conforme si la valeur mesurée est égale ou supérieure à la CCα.
a) la sélection des échantillons dont les teneurs en PCDD/F et en PCB de type dioxine dépassent les teneurs maximales, ou les seuils d’intervention. Cette démarche peut reposer sur une méthode de dépistage offrant une grande capacité de traitement d’échantillons à la fois efficace et économique et augmentant les chances de découvrir de nouveaux cas d’exposition élevée des consommateurs et de risques pour leur santé. Les méthodes de dépistage peuvent comprendre des méthodes de bioanalyse et des méthodes de CG/SM. Leur application est destinée à éviter les faux conformes. La concentration en PCDD/F et la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine dans les échantillons présentant des teneurs significatives doivent être déterminées/confirmées par une méthode de confirmation; b) la détermination des teneurs en PCDD/F et en PCB de type dioxine des échantillons de denrées alimentaires au niveau du bruit de fond. Cette démarche est importante pour suivre l’évolution chronologique, pour évaluer l’exposition de la population et pour constituer une base de données aux fins de la réévaluation éventuelle des seuils d’intervention et des teneurs maximales. Cet objectif est atteint à l’aide de méthodes de confirmation permettant l’identification et la quantification univoque des PCDD/F et des PCB de type dioxine au niveau considéré. Ces méthodes peuvent servir à la confirmation des résultats obtenus par les méthodes de dépistage et à la détermination des niveaux de bruit de fond dans le contrôle des denrées alimentaires. Elles sont aussi importantes pour établir les profils de congénères afin de déterminer la source d’une contamination éventuelle. À l’heure actuelle, ces méthodes reposent sur la chromatographie en phase gazeuse haute résolution couplée à la spectrométrie de masse haute résolution (CGHR/SMHR).
méthodes de bioanalyse qui sont capables de déceler les analytes considérés, qui reposent sur une courbe d’étalonnage, donnent une réponse de type présence/absence des analytes considérés indiquant la possibilité d’un dépassement du niveau considéré et qui permettent de consigner le résultat en équivalents de bioanalyse (BEQ), lesquels donnent une indication de la valeur TEQ dans l’échantillon, essai physico-chimique (CG-SM/SM ou CG/SMBR, par exemple), pour lequel les caractéristiques de la précision de la méthode établies ne remplissent pas les prescriptions applicables aux essais quantitatifs.
Des mesures doivent être prises en vue d’éviter toute contamination croisée à chaque étape de la procédure d’échantillonnage et d’analyse. Les échantillons doivent être conservés et transportés dans des récipients en verre, en aluminium, en polypropylène ou en polyéthylène adaptés à la conservation, préservant les teneurs en PCDD/F et en PCB de type dioxine dans les échantillons de la moindre influence. Toute trace de poussière de papier doit être enlevée du contenant de l’échantillon. La conservation et le transport de l’échantillon doivent être effectués d’une façon telle que l’intégrité de l’échantillon de denrée alimentaire est préservée. Si nécessaire, chaque échantillon de laboratoire doit être broyé finement et soigneusement mélangé, selon une méthode garantissant une homogénéisation complète (par exemple de façon à pouvoir passer au travers d’un tamis à mailles de 1 mm); les échantillons doivent être séchés avant le broyage si leur teneur en humidité est trop élevée. Il importe d’une manière générale de contrôler les réactifs, la verrerie et l’équipement en vue de déceler toute influence des résultats exprimés en TEQ ou en BEQ. Un essai à blanc est réalisé, en suivant tout le procédé d’analyse, mais sans l’échantillon. Pour les méthodes de bioanalyse, il est très important que l’ensemble de la verrerie et des solvants utilisés dans l’analyse fassent l’objet d’un dépistage de composés interférant avec la détection des composés cibles dans la plage de travail. La verrerie est rincée à l’aide de solvants ou/et chauffée à des températures permettant d’éliminer de sa surface les traces de PCDD/F, de composés de type dioxine et de composés interférents. La quantité de l’extrait doit être suffisamment élevée, de façon à répondre aux prescriptions en ce qui concerne une plage de travail suffisamment basse comprenant les concentrations considérées. Les procédures spécifiques de préparation des échantillons utilisées pour les produits considérés doivent respecter des directives reconnues sur le plan international. Dans le cas des poissons, la peau doit être enlevée, car la teneur maximale s’applique à la chair musculaire dépouillée. Toutefois, il est nécessaire que tous les restes de chair musculaire et de tissu adipeux se trouvant sur la face interne de la peau soient soigneusement et entièrement retirés de celle-ci et soient ajoutés à l’échantillon à analyser.
Conformément aux dispositions du règlement (CE) n o 882/2004, les laboratoires sont agréés par un organisme habilité qui se conforme au guide ISO 58, de manière à garantir qu’ils appliquent les procédures d’assurance qualité à leurs analyses. Les laboratoires sont agréés selon la norme EN ISO/CEI 17025.La compétence des laboratoires est prouvée par la participation continue et réussie à des études interlaboratoire sur le dosage des PCDD/F et des PCB de type dioxine dans les matrices de denrées alimentaires et les plages de concentration correspondantes. Les laboratoires appliquant les méthodes de dépistage pour les contrôles de routine des échantillons coopèrent étroitement avec les laboratoires appliquant la méthode de confirmation, tant pour le contrôle qualité que pour la confirmation du résultat de l’analyse des échantillons suspects.
En ce qui concerne les PCDD/F, étant donné la toxicité extrêmement élevée de certains de ces composés, les seuils de détection doivent être de l’ordre de quelques femtogrammes (10 –15 g). Pour la plupart des congénères PCB, une limite de quantification de l’ordre du nanogramme (10–9 g) est déjà suffisante. Cependant, pour la mesure des congénères PCB de type dioxine plus toxiques (en particulier les congénères non ortho substitués), la limite inférieure de la plage de travail doit être sous le picogramme (10–12 g).
Il est nécessaire de distinguer les PCDD/F et les PCB de type dioxine d’une multitude d’autres composés extraits simultanément de l’échantillon qui sont susceptibles d’interférer et peuvent être présents à des concentrations supérieures, jusqu’à plusieurs ordres de grandeur, à celles des analytes à doser. Pour les méthodes de chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse (CG/SM), il est nécessaire d’établir une distinction entre les congénères, notamment entre les congénères toxiques (par exemple, les dix-sept PCDD/F substitués en 2,3,7,8 et les douze PCB de type dioxine) et les autres congénères. Les méthodes de bioanalyse doivent permettre la détection des composés cibles en tant que somme des PCDD/F et/ou des PCB de type dioxine. La purification des échantillons est destinée à éliminer les composés à l’origine de faux non conformes ou les composés susceptibles d’atténuer la réponse et de donner des faux conformes.
Pour les méthodes de CG/SM, le dosage fournit une estimation juste de la concentration réelle dans un échantillon. Une grande exactitude (exactitude de la mesure: degré de concordance entre le résultat de la mesure et la valeur réelle ou attribuée de la grandeur à mesurer) est nécessaire pour empêcher que le résultat d’une analyse d’échantillon ne soit écarté en raison du manque de fiabilité de la valeur TEQ déterminée. L’exactitude est une expression de la justesse (la différence entre la valeur moyenne mesurée pour un analyte dans un matériau certifié et sa valeur certifiée, exprimée en pourcentage de cette valeur) et de laprécision (RSDR est l’écart type relatif calculé à partir des résultats obtenus dans des conditions de reproductibilité).Pour les méthodes de bioanalyse, le taux de récupération apparent du bioessai doit être déterminé.
Les laboratoires démontrent la validité de la méthode dans une certaine plage proche du niveau considéré, par exemple à des niveaux égaux à 0,5 fois, 1 fois et 2 fois ce niveau, avec un coefficient de variation acceptable pour les analyses répétées, durant la procédure de validation et/ou l’analyse de routine. Des essais à blanc et des expériences avec enrichissement ou des analyses sur des échantillons de contrôle (si possible, des matériaux de référence certifiés) sont effectués régulièrement dans le cadre des mesures internes de contrôle qualité. Il convient de réaliser et de vérifier des cartes de contrôle qualité (CQ) pour les essais à blanc, les expériences avec enrichissement ou l’analyse des échantillons de contrôle afin de garantir que les performances analytiques sont conformes aux prescriptions.
Pour une méthode bioanalytique de dépistage, l’établissement de la limite de quantification n’est pas indispensable, mais la méthode doit démontrer qu’elle permet de distinguer la valeur de blanc de la valeur seuil. La transmission d’une valeur BEQ nécessite l’établissement d’un seuil d’inscription pour décider du sort des échantillons produisant une réponse au-dessous de ce seuil. Le seuil d’inscription présente une différence avérée d’un facteur de trois au moins par rapport aux échantillons du blanc de procédure produisant une réponse au-dessous de la plage de travail. Il est donc calculé à partir d’échantillons contenant les composés cibles proches de la teneur minimale requise et non à partir d’un rapport S/B ou d’un blanc d’essai. La limite de quantification pour une méthode de confirmation est de l’ordre d’un cinquième du niveau considéré.
La fiabilité des résultats des méthodes de confirmation ou de dépistage impose le respect des critères ci-après pour la valeur TEQ ou la valeur BEQ, qu’elle soit exprimée en TEQ totaux (somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine) ou séparément pour les PCDD/F et les PCB de type dioxine. Au regard des teneurs maximales. Dépistage à l’aide de méthodes de bioanalyse ou physico-chimiques Méthodes de confirmation Taux de faux conformes < 5 % Justesse De – 20 % à + 20 % Répétabilité (RSD r )< 20 % Reproductibilité intralaboratoire (RSD R )< 25 % < 15 %
Le dépistage peut être effectué à l’aide de méthodes de CG/SM ou de méthodes de bioanalyse. Pour les méthodes de CG/SM, les prescriptions établies au point 7 de la présente annexe doivent être appliquées. Pour les méthodes de bioanalyse cellulaire, des prescriptions spécifiques sont établies au point 8 de la présente annexe. Les laboratoires appliquant les méthodes de dépistage pour les contrôles de routine d’échantillons coopèrent étroitement avec les laboratoires appliquant la méthode de confirmation. Les performances de la méthode de dépistage doivent être vérifiées durant l’analyse de routine par un contrôle qualité des analyses et par la validation continue de la méthode. Il doit exister un programme continu de contrôle des résultats conformes. Contrôle de l’atténuation éventuelle de la réponse cellulaire et cytotoxicité Vingt pour cent des extraits d’échantillons sont mesurés par dépistage de routine sans et avec ajout de la 2,3,7,8-TCDD en fonction du niveau considéré, pour vérifier si la réponse est éventuellement atténuée par des substances interférentes présentes dans l’extrait d’échantillon. La concentration mesurée dans l’échantillon enrichi est comparée à la somme de la concentration de l’extrait non enrichi et de la concentration de l’enrichissement. Si cette concentration mesurée est inférieure de plus de 25 % à la concentration (somme) calculée, cela indique la possibilité d’atténuation du signal et l’échantillon en question doit faire l’objet d’une analyse de confirmation par CG/SMHR. Les résultats sont contrôlés à l’aide de cartes de contrôle qualité. Contrôle qualité sur des échantillons conformes Environ 2 à 10 % des échantillons conformes, en fonction de la matrice et de l’expérience du laboratoire, sont confirmés par CG/SMHR. Détermination des taux de faux conformes à partir des données du CQ Le taux de faux conformes résultant du dépistage des échantillons au-dessous et au-dessus de la teneur maximale ou du seuil d’intervention est déterminé. Les taux réels de faux conformes doivent être inférieurs à 5 %. Dès lors que le contrôle qualité des échantillons conformes fait apparaître au moins vingt résultats confirmés par matrice/groupe de matrices, des conclusions sur le taux de faux conformes doivent être tirées à partir de cette base de données. Les résultats des échantillons analysés au moyen d’essais circulaires ou durant des cas de contamination, jusqu’à concurrence d’une concentration de 2 fois la teneur maximale, par exemple, peuvent figurer parmi les vingt résultats à atteindre pour déterminer le taux de faux conformes. Les échantillons couvrent les profils de congénères les plus fréquents, représentant différences sources. Bien que les bioanalyses de dépistage servent avant tout à révéler les échantillons dépassant le seuil d’intervention, le critère appliqué pour la détermination des taux de faux conformes est la teneur maximale, compte tenu de l’incertitude de mesure de la méthode de confirmation. Les résultats du dépistage potentiellement non conformes sont toujours vérifiés au moyen d’une méthode analytique de confirmation (CG/SMHR). Ces échantillons peuvent également servir à l’évaluation du taux de faux non conformes. Pour les méthodes de dépistage, le taux de "faux non conformes" est la fraction des résultats dont la conformité est confirmée par une analyse de confirmation par CG/SMHR, alors que lors du dépistage précédent, l’échantillon avait été déclaré suspecté d’être non conforme. Toutefois, l’évaluation du caractère avantageux de la méthode de dépistage se fonde sur la comparaison du nombre d’échantillons faussement non conformes et du nombre total d’échantillons contrôlés. Ce taux doit être suffisamment faible pour rendre l’utilisation de la méthode de dépistage avantageuse. Les méthodes de bioanalyse doivent fournir une indication juste de la valeur TEQ, calculée et exprimée en BEQ, au moins dans des conditions de validation. De plus, pour les méthodes de bioanalyse suivies dans des conditions de répétabilité, le RSD r intralaboratoire sera généralement inférieur au RSDR (reproductibilité).
L’écart entre l’estimation supérieure et l’estimation inférieure ne peut dépasser 20 % pour les denrées alimentaires dont la contamination est d’environ 1 pg OMS-TEQ/g de graisse (sur la base de la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine). Les mêmes prescriptions s’appliquent aux denrées alimentaires à faible teneur en graisse dont la contamination est de l’ordre de 1 pg OMS-TEQ/g de produit. Pour des niveaux de contamination inférieurs, par exemple 0,5 pg OMS-TEQ/g de produit, la différence entre l’estimation supérieure et l’estimation inférieure peut se situer dans une plage comprise entre 25 et 40 %.
Des étalons internes de PCDD/F substitués en 2,3,7,8 marqués au 13 C et des étalons internes de PCB de type dioxine marqués au13 C doivent être ajoutés au tout début de la méthode d’analyse, par exemple avant la phase d’extraction, afin de valider le procédé d’analyse. Il est nécessaire d’ajouter au moins un congénère pour chacun des groupes d’isomères tétra à octachlorés des PCDD/F et au moins un congénère pour chaque groupe d’isomères des PCB de type dioxine (une autre méthode consiste à ajouter au moins un congénère pour chaque fenêtre d’acquisition spectrométrique utilisée pour le contrôle des PCDD/F et des PCB de type dioxine). Pour les méthodes de confirmation, il y a lieu d’utiliser l’ensemble des dix-sept étalons internes de PCDD/F substitués en 2,3,7,8 marqués au13 C ainsi que la totalité des douze étalons internes de PCB de type dioxine marqués au13 C.Des facteurs de réponse relatifs doivent également être déterminés dans le cas des congénères pour lesquels aucun analogue marqué au 13 C n’est ajouté, en utilisant des solutions d’étalonnage appropriées.Pour les denrées alimentaires d’origine végétale et les denrées alimentaires d’origine animale contenant moins de 10 % de graisses, il est obligatoire d’ajouter les étalons internes avant la phase d’extraction. Pour les denrées alimentaires d’origine animale contenant plus de 10 % de graisses, les étalons internes peuvent être ajoutés soit avant soit après l’extraction des graisses. Une validation adéquate de l’efficacité de l’extraction est conduite, en fonction de la phase au cours de laquelle les étalons internes sont introduits et de la façon dont les résultats sont consignés (sur la base du produit ou des graisses). Avant l’analyse par CG/SM, un ou deux étalons de récupération (de substitution) doivent être ajoutés. Le taux de récupération doit être mesuré. Dans le cas des méthodes de confirmation, les taux de récupération des étalons internes se situent dans une plage comprise entre 60 et 120 %. Pour des congénères individuels, en particulier pour certains dibenzo-p-dioxines et dibenzofuranes heptachlorés et octachlorés, des taux de récupération inférieurs ou supérieurs sont acceptables, à condition que leur contribution à la valeur TEQ ne dépasse pas 10 % de la valeur TEQ totale (sur la base de la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine). Dans le cas des méthodes de dépistage par CG/SM, les taux de récupération se situent dans une plage comprise entre 30 et 140 %.
Les PCDD/F sont séparés des composés chlorés interférents, tels que les PCB autres que ceux de type dioxine et les diphényléthers chlorés, au moyen de techniques chromatographiques appropriées (de préférence au moyen d’une colonne de florisil, d’alumine et/ou de charbon). La séparation des isomères par chromatographie en phase gazeuse est suffisante (< 25 % de pic à pic entre 1,2,3,4,7,8-HxCDF et 1,2,3,6,7,8-HxCDF).
La plage de la courbe d’étalonnage couvre la plage correspondante des niveaux considérés.
Le calcul des concentrations à partir d’une courbe d’étalonnage de la TCDD fera apparaître une variation importante (coefficient de variation élevé – CV) des valeurs aux extrémités inférieure et supérieure de la courbe. La plage de travail est la zone où ce CV est inférieur à 15 %. L’extrémité inférieure de la plage de travail (seuil d’inscription) doit par ailleurs être établie à un niveau significativement supérieur (d’un facteur de trois au moins) aux blancs de procédure. L’extrémité supérieure de la plage de travail est habituellement représentée par la valeur EC 70 (70 % de la concentration effective maximale), mais elle se situe à un niveau inférieur si le CV est supérieur à 15 % dans cette plage. La plage de travail est établie durant la validation. Les valeurs seuil (point 8.3) doivent se situer dans la plage de travail.Les solutions étalon et les extraits d’échantillon sont analysés au moins en double. En cas d’utilisation de doubles, une solution étalon ou un extrait témoin analysé dans quatre à six puits répartis sur la plaque produisent une réponse ou une concentration (possible uniquement dans la plage de travail) sur la base d’un CV inférieur à 15 %.
Les teneurs dans les échantillons peuvent être estimées par comparaison de la réponse à l’essai avec une courbe d’étalonnage de la TCDD (ou du PCB 126 ou d’un mélange type de PCDD/F/PCB de type dioxine) pour calculer la valeur BEQ dans l’extrait et, par la suite, dans l’échantillon. Les courbes d’étalonnage contiennent huit à douze concentrations (au moins en double), la concentration dans la partie inférieure de la courbe (plage de travail) devant être suffisante. Une attention particulière est accordée à la qualité de l’ajustement de la courbe dans la plage de travail. La valeur R 2 a peu ou n’a pas de valeur en tant que telle pour l’appréciation de la justesse de l’ajustement en régression non linéaire. La réduction de l’écart entre les valeurs calculées et les valeurs observées dans la plage de travail de la courbe améliorera l’ajustement (la réduction de la somme des résidus au carré, par exemple).Le niveau estimatif dans l’extrait d’échantillon est ensuite corrigé de la valeur BEQ calculée pour un échantillon blanc de matrice/de solvant (pour tenir compte des impuretés provenant des solvants et substances chimiques utilisés) et du taux de récupération apparent (calculé à partir de la valeur BEQ d’échantillons de référence adéquats avec des profils de congénères représentatifs proches du niveau considéré). Pour la correction par le taux de récupération, le taux de récupération apparent doit toujours se situer dans les limites de la plage requise (voir point 8.1.4). Les échantillons de référence utilisés pour corriger du taux de récupération doivent respecter les prescriptions énoncées au point 8.2.
La perte de composés durant la purification est vérifiée durant la validation. Un échantillon blanc enrichi d’un mélange des différents congénères fait l’objet d’une purification (n = 3 au moins) et la récupération et la variabilité doivent être vérifiées à l’aide d’une analyse par CG/SMHR. Le taux de récupération doit se situer entre 60 et 120 %, notamment pour les congénères contribuant à hauteur de plus de 10 % à la valeur TEQ dans différents mélanges.
S’agissant de l’inscription des valeurs BEQ dans un rapport, un seuil d’inscription est déterminé à partir des échantillons de matrice considérés associant des profils de congénères types, mais pas à partir de la courbe d’étalonnage des étalons, la précision de la plage inférieure de la courbe n’étant pas suffisante. Les effets de l’extraction et de la purification doivent être pris en compte. Le seuil d’inscription doit être établi à un niveau significativement supérieur aux blancs de procédure (d’un facteur de trois au moins).
Les échantillons de référence représentent la matrice de prélèvement, les profils de congénères et les plages de concentration des PCDD/F et des PCB de type dioxine proches du niveau considéré (teneurs maximales ou seuils d’intervention). Chaque série d’essais doit comporter un blanc de procédure, ou de préférence une matrice blanche, et un échantillon de référence au niveau considéré. Ces échantillons doivent être extraits et analysés au même moment et dans les mêmes conditions. La réponse de l’échantillon de référence doit être nettement plus élevée que celle de l’échantillon blanc, garantissant ainsi la validité de l’essai. Ces échantillons peuvent être utilisés pour corriger du blanc et du taux de récupération. Les échantillons de référence choisis pour corriger du taux de récupération sont représentatifs des échantillons de l’essai, ce qui signifie que les profils de congénères ne peuvent pas conduire à une surestimation des teneurs. Des échantillons de référence supplémentaires, d’une concentration égale à 0,5 fois et 2 fois le niveau considéré, par exemple, peuvent être inclus pour démontrer l’efficacité de l’essai dans la plage pertinente pour le contrôle du niveau considéré. Agrégés, ces échantillons peuvent servir au calcul des valeurs BEQ dans les échantillons d’essai (point 8.1.2.2).
Paramètre de la somme des carrés, i = indice pour le point d’étalonnage i
Étant donné qu’aucun étalon interne ne peut être utilisé dans les méthodes de bioanalyse, des tests de répétabilité sont effectués pour obtenir des données sur l’écart type au sein des séries d’essais et entre elles. La répétabilité doit être inférieure à 20 % et la reproductibilité intralaboratoire inférieure à 25 %. Ce calcul doit être fondé sur les valeurs calculées en BEQ après correction par le blanc et le taux de récupération. Dans le cadre de la procédure de validation, l’essai doit permettre de distinguer un échantillon blanc d’une teneur à la valeur seuil, permettant ainsi l’identification des échantillons au-dessus de la valeur seuil correspondante (voir point 8.1.2). Les composés cibles, les interférences potentielles et les valeurs maximales tolérées pour le blanc sont définis. L’écart type relatif de la concentration calculée à partir des réponses (possible uniquement dans la plage de travail) d’un triple dosage d’un extrait d’échantillon ne peut être supérieur à 15 %. Les résultats non corrigés de l’échantillon ou des échantillons de référence exprimés en BEQ (blanc et niveau considéré) sont utilisés pour évaluer les performances de la méthode de bioanalyse dans un intervalle de temps constant. Il convient de réaliser et de vérifier des cartes de contrôle qualité (CQ) pour les blancs de procédure et chaque type d’échantillon de référence afin de s’assurer que la performance analytique est conforme aux prescriptions, notamment pour les blancs de procédure en ce qui concerne la différence minimale requise par rapport à l’extrémité inférieure de la plage de travail et pour les échantillons de référence en ce qui concerne la reproductibilité intralaboratoire. Les blancs de procédure doivent être bien contrôlés en vue d’éviter les faux conformes lorsqu’ils sont retranchés. Les résultats des analyses par CG/SMHR d’échantillons suspects et de 2 à 10 % des échantillons conformes (minimum de vingt échantillons par matrice) sont collectés et utilisés pour l’évaluation des performances de la méthode de dépistage et du lien entre les valeurs BEQ et TEQ. Cette base de données peut être utilisée aux fins de la réévaluation des valeurs seuil applicables aux échantillons de routine pour les matrices validées. Les bonnes performances des méthodes peuvent également être démontrées à l’aide d’essais interlaboratoire. Les résultats des échantillons analysés dans des essais interlaboratoire, couvrant une concentration jusqu’à 2 fois la teneur maximale, par exemple, peuvent également faire partie de l’évaluation du taux de faux conformes, si un laboratoire est en mesure de démontrer ses bonnes performances. Les échantillons couvrent les profils de congénères les plus fréquents, représentant différences sources. Durant les cas de crise, les valeurs seuil peuvent être réévaluées, reflétant mieux la matrice et les profils de congénères particuliers de ce cas précis.
Dans la mesure où le procédé d’analyse utilisé le permet, les résultats d’analyse comprennent les teneurs en congénères individuels des PCDD/F et des PCB de type dioxine et sont indiqués en estimation inférieure, estimation supérieure et estimation intermédiaire, afin que soit consigné un maximum de données, ce qui permet une interprétation des résultats en fonction de prescriptions spécifiques. Le rapport mentionne également la méthode utilisée pour extraire les PCDD/F, les PCB de type dioxine et les graisses. La teneur en graisses de l’échantillon est déterminée et est indiquée dans le rapport pour les échantillons de denrées alimentaires présentant des teneurs maximales ou des seuils d’intervention exprimés par rapport à la matière grasse et pour ceux ayant une concentration de graisses attendue de l’ordre de 0 à 2 % (en accord avec la législation en vigueur); la détermination de la teneur en graisses est facultative pour les autres échantillons. Les taux de récupération des étalons internes individuels doivent être fournis s’ils se situent en dehors de la plage mentionnée au point 7.2 ou si la teneur maximale est dépassée. Dans tous les autres cas, ils doivent être fournis sur demande. L’incertitude de mesure doit également être mentionnée, car ce paramètre est pris en compte lorsqu’il s’agit de déterminer la conformité d’un échantillon. Par conséquent, les résultats de l’analyse sont consignés sous la forme x +/- U, où x est le résultat de l’analyse et U l’incertitude de mesure élargie calculée au moyen d’un facteur d’élargissement de 2 qui donne un niveau de confiance d’environ 95 %. En cas de dosage distinct des PCDD/F et des PCB de type dioxine, la somme des estimations de l’incertitude élargie des résultats d’analyse distincts concernant les PCDD/F et les PCB de type dioxine doit être utilisée pour la somme des PCDD/F et des PCB de type dioxine. Si l’incertitude de mesure est prise en considération au moyen de la CCα (conformément à l’annexe II, point IV.2), ce paramètre est inscrit dans le rapport. Les résultats sont exprimés dans les mêmes unités et par (au moins) le même nombre de chiffres significatifs que les teneurs maximales établies dans le règlement (CE) n o 1881/2006.
Le dépistage livre un résultat exprimé en tant que conforme ou suspecté d’être non conforme ("suspect"). Il peut aussi livrer un résultat pour les PCDD/F et/ou les PCB de type dioxine exprimé en équivalents de bioanalyse (BEQ) (et non en TEQ) (voir annexe III, point 2). Si l’incertitude de mesure de la valeur BEQ calculée est donnée, en tant qu’écart type par exemple, elle doit être fondée sur une triple analyse au moins de l’échantillon (incluant l’extraction, la purification et la détermination de la réponse à l’essai). Les échantillons dont la réponse est au-dessous du seuil d’inscription sont indiqués comme étant sous le seuil d’inscription. Pour chaque type de matrice de prélèvement, le rapport mentionne le niveau considéré (teneur maximale, seuil d’intervention) sur lequel repose l’évaluation. Le rapport mentionne le type d’essai appliqué, le principe de base de l’essai et le type d’étalonnage. Le rapport mentionne également la méthode utilisée pour extraire les PCDD/F, les PCB de type dioxine et les graisses. La teneur en graisses de l’échantillon est déterminée et est indiquée dans le rapport pour les échantillons de denrées alimentaires présentant des teneurs maximales ou des seuils d’intervention exprimés par rapport à la matière grasse et ceux ayant une concentration de graisses attendue de l’ordre de 0 à 2 % (en accord avec la législation en vigueur); la détermination de la teneur en graisses est facultative pour les autres échantillons.
| Congénère | Valeur TEF |
|---|---|
| 2,3,7,8-TCDD | |
| 1,2,3,7,8-PeCDD | |
| 1,2,3,4,7,8-HxCDD | |
| 1,2,3,6,7,8-HxCDD | |
| 1,2,3,7,8,9-HxCDD | |
| 1,2,3,4,6,7,8-HpCDD | |
| OCDD | |
| 2,3,7,8-TCDF | |
| 1,2,3,7,8-PeCDF | |
| 2,3,4,7,8-PeCDF | |
| 1,2,3,4,7,8-HxCDF | |
| 1,2,3,6,7,8-HxCDF | |
| 1,2,3,7,8,9-HxCDF | |
| 2,3,4,6,7,8-HxCDF | |
| 1,2,3,4,6,7,8-HpCDF | |
| 1,2,3,4,7,8,9-HpCDF | |
| OCDF | |
| PCB 77 | |
| PCB 81 | |
| PCB 126 | |
| PCB 169 | |
| PCB 105 | |
| PCB 114 | |
| PCB 118 | |
| PCB 123 | |
| PCB 156 | |
| PCB 157 | |
| PCB 167 | |
| PCB 189 |
Temps de rétention relatif par rapport aux étalons internes ou aux étalons de référence (écart admissible de +/– 0,25 %). Séparation par chromatographie en phase gazeuse des six PCB indicateurs (PCB 28, PCB 52, PCB 101, PCB 138, PCB 153 et PCB 180) des substances interférentes, surtout les PCB coélués, notamment si les teneurs des échantillons sont dans les limites légales et la non-conformité doit être confirmée. [Les congénères qui coéluent souvent sont, par exemple, les PCB 28/31, les PCB 52/69 et les PCB 138/163/164. Pour la CG/SM, il convient de tenir compte aussi des interférences possibles de fragments de congénères plus fortement chlorés.] Pour les techniques de CG/SM: Mesure d’au moins: deux ions spécifiques pour la SMHR, deux ions spécifiques d’un m/z > 200 ou trois ions spécifiques d’un m/z > 100 pour la SMBR, d’un précurseur et de deux ions produits pour la SM-SM.
Tolérances maximales admises applicables aux rapports isotopiques des fragments de masse sélectionnés: Écart relatif entre le rapport de l’ion cible (l’ion recherché le plus abondant) et l’ion qualificateur (2 e ion recherché), et le rapport théorique de ces ions ou celui déterminé grâce à un standard d’étalonnage:Le nombre de fragments de masse dont l’intensité relative est supérieure à 10 % étant suffisant, il est préférable de ne pas utiliser d’ion(s) qualificateur(s) d’une intensité relative inférieure à 10 % par rapport à l’ion cible. Intensité relative du ou des ions qualificateurs par rapport à l’ion cible CG-IE-SM (écart relatif) CG-IC-SM, CG-SM n (écart relatif) > 50 % ± 10 % ± 20 % De > 20 % à 50 % ± 15 % ± 25 % De > 10 % à 20 % ± 20 % ± 30 % ≤ 10 % ± 50 % ± 50 %
Pour la CG/DCE: Confirmation des résultats dépassant la tolérance avec deux colonnes de CG présentant des phases stationnaires de polarité différente.
Utilisation d’étalons internes appropriés avec des propriétés physico-chimiques comparables à celles des analytes considérés. Ajout d’étalons internes: ajouts dans les échantillons (avant l’extraction et la purification), ajout également possible dans la graisse extraite (avant purification), si teneur maximale exprimée par rapport à la matière grasse.
Prescriptions relatives aux méthodes recourant aux six congénères indicateurs des PCB marqués d’un isotope: résultats corrigés des taux de récupération des étalons internes, taux de récupération généralement acceptables des étalons internes marqués d’un isotope entre 50 et 120 %, les taux de récupération inférieurs ou supérieurs pour les congénères individuels avec une contribution à la somme des six PCB indicateurs inférieure à 10 % sont acceptables.
Prescriptions relatives aux méthodes ne recourant pas à l’ensemble des six étalons internes marqués d’un isotope ou recourant à d’autres étalons internes: mesure du taux de récupération du ou des étalons internes pour chaque échantillon, taux de récupération acceptables du ou des étalons internes entre 60 et 120 %, résultats corrigés des taux de récupération des étalons internes.
Les taux de récupération des congénères non marqués sont vérifiés à l’aide d’échantillons enrichis ou d’échantillons de contrôle qualité présentant des concentrations de l’ordre du niveau considéré. Les taux de récupération acceptables pour ces congénères se situent entre 70 et 120 %.
| Justesse | De – 30 % à + 30 % |
|---|---|
| Précision intermédiaire (RSD %) | ≤ 20 % |
| Différence entre l’estimation supérieure et l’estimation inférieure | ≤ 20 % |
Dans la mesure où le procédé d’analyse utilisé le permet, les résultats d’analyse comprennent les teneurs en congénères individuels des PCB et sont indiqués en estimation inférieure, estimation supérieure et estimation intermédiaire, afin que soit consigné un maximum de données, ce qui permet une interprétation des résultats en fonction de prescriptions spécifiques. Le rapport mentionne également la méthode utilisée pour extraire les PCB et les graisses. La teneur en graisses de l’échantillon est déterminée et est indiquée dans le rapport pour les échantillons de denrées alimentaires présentant des teneurs maximales ou des seuils d’intervention exprimés par rapport à la matière grasse et ceux ayant une concentration de graisses attendue de l’ordre de 0 à 2 % (en accord avec la législation en vigueur); la détermination de la teneur en graisses est facultative pour les autres échantillons. Les taux de récupération des étalons internes individuels doivent être fournis s’ils se situent en dehors de la plage mentionnée au point 6 ou si la teneur maximale est dépassée. Dans tous les autres cas, ils doivent être fournis sur demande. L’incertitude de mesure doit également être inscrite dans le rapport, car ce paramètre est pris en compte lorsqu’il s’agit de déterminer la conformité d’un échantillon. Par conséquent, les résultats de l’analyse sont consignés sous la forme x +/– U, où x est le résultat de l’analyse et U l’incertitude de mesure élargie calculée au moyen d’un facteur d’élargissement de 2 qui donne un niveau de confiance d’environ 95 %. Si l’incertitude de mesure est prise en considération au moyen de la CCα (conformément à l’annexe II, point IV.1), ce paramètre est inscrit dans le rapport. Les résultats sont exprimés dans les mêmes unités et par (au moins) le même nombre de chiffres significatifs que les teneurs maximales établies dans le règlement (CE) n o 1881/2006.