DIRECTIVE 98/64/CE DE LA COMMISSION du 3 septembre 1998 portant fixation des méthodes d'analyse communautaires pour la détermination des acides aminés, des matières grasses brutes et de l'olaquindox dans les aliments des animaux et modifiant la directive 71/393/CEE (Texte présentant de l'intérêt pour l'EEE)

LA COMMISSION DES COMMUNAUTÉS EUROPÉENNES,

vu le traité instituant la Communauté européenne,

vu la directive 70/373/CEE du Conseil du 20 juillet 1970 concernant l'introduction de modes de prélèvement d'échantillons et de méthodes d'analyse communautaires pour le contrôle officiel des aliments des animaux (1), modifiée en dernier lieu par l'acte d'adhésion de l'Autriche, de la Finlande et de la Suède, et notamment son article 2,

considérant que la directive 70/373/CEE prévoit que les contrôles officiels des aliments des animaux visant à constater le respect des conditions prescrites en vertu des dispositions législatives, réglementaires ou administratives concernant la qualité et la composition des aliments des animaux sont effectués selon des modes de prélèvement d'échantillons et des méthodes d'analyse communautaires;

considérant que la directive 79/373/CEE du Conseil du 2 avril 1979 concernant la commercialisation des aliments composés pour animaux (2), modifiée en dernier lieu par la directive 97/47/CE (3), et la directive 93/74/CEE du Conseil du 13 septembre 1993 concernant les aliments pour animaux visant des objectifs nutritionnels particuliers (4), modifiée en dernier lieu par la directive 96/25/CE (5) prévoient la déclaration des acides aminés et des matières grasses brutes dans l'étiquetage des aliments;

considérant par ailleurs que la directive 70/524/CEE du Conseil du 23 novembre 1970 concernant les additifs dans l'alimentation des animaux (6), modifiée en dernier lieu par la directive 98/19/CE (7) de la Commission prescrit que la teneur de l'olaquindox doit être indiquée lors de l'étiquetage, lorsque cette substance est ajoutée aux aliments composés des animaux;

considérant que la deuxième directive 71/393/CEE de la Commission du 18 novembre 1971 portant fixation des méthodes d'analyse communautaires pour le contrôle officiel des aliments des animaux (8), modifiée en dernier lieu par la directive 84/4/CEE (9), établit les méthodes d'analyse pour, entre autres, détermination des matières grasses; le cas échéant en modifiant la méthode décrite;

considérant qu'il y a lieu d'établir des méthodes d'analyse communautaires pour le contrôle de ces substances;

considérant que les mesures prévues dans la présente directive sont conformes à l'avis du comité permanent des aliments des animaux,

A ARRÊTÉ LA PRÉSENTE DIRECTIVE:

Article premier

Les États membres prescrivent que les analyses prévues pour les contrôles officiels des aliments des animaux, en ce qui concerne leur teneur en acides aminés, en matières grasses brutes et en olaquindox, soient effectuées selon les méthodes correspondantes décrites en annexe.

Article 2

Le point «4) Détermination des matières grasses brutes» de l'annexe de la directive de la Commission 71/393/CEE est remplacé par la partie B de l'annexe de la présente directive.

Article 3

1. Les États membres mettent en vigueur au plus tard le 31 décembre 1998 les dispositions législatives, réglementaires et administratives nécessaires pour se conformer à la présente directive. Ils en informent immédiatement la Commission.

Ils appliquent ces dispositions à partir du 1er janvier 1999.

Lorsque les États membres adoptent ces dispositions, celles-ci contiennent une référence à la présente directive ou sont accompagnées d'une telle référence lors de leur publication officielle. Les modalités de cette référence sont arrêtées par les États membres.

2. Les États membres communiquent à la Commission le texte des dispositions essentielles de droit interne qu'ils adoptent dans le domaine régi par la présente directive.

Article 4

La présente directive entre en vigueur le vingtième jour suivant celui de sa publication au Journal officiel des Communautés européennes.

Article 5

Les États sont destinataires de la présente décision.

Fait à Bruxelles, le 3 septembre 1998.

Par la Commission

Franz FISCHLER

Membre de la Commission

(1) JO L 170 du 3. 8. 1970, p. 2.

(2) JO L 86 du 6. 4. 1979, p. 30.

(3) JO L 211 du 5. 8. 1997, p. 45.

(4) JO L 237 du 22. 9. 1993, p. 23.

(5) JO L 125 du 23. 5. 1996, p. 35.

(6) JO L 270 du 14. 12. 1970, p. 1.

(7) JO L 96 du 28. 3. 1998, p. 39.

(8) JO L 279 du 20. 12. 1971, p. 7.

(9) JO L 15 du 18. 1. 1984, p. 28.

ANNEXE

PARTIE A

DOSAGES DES ACIDES AMINÉS

1. Objet et domaine d'application

La méthode permet de déterminer les acides aminés libres (de synthèse et naturels) et totaux (liés dans des peptides et libres) dans les aliments des animaux avec un analyseur d'acides aminés. Elle s'applique aux acides aminés suivants: cyst(é)ine, méthionine, lysine, thréonine, alanine, arginine, acide aspartique, acide glutamique, glycine, histidine, isoleucine, leucine, phénylalanine, proline, serine, tyrosine et valine.

La méthode ne fait pas de distinction entre les sels des acides aminés et ne permet pas de différencier les formes D et L des acides aminés. Elle ne convient pas pour le dosage du tryptophane et des analogues hydroxylés des acides aminés.

2. Principe

2.1. Acides aminés libres

Les acides aminés libres ajoutés sont extraits à l'aide d'acide chlorhydrique dilué. Les macromolécules azotées coextraites sont précipitées à l'aide d'acide sulfosalicylique et éliminées par filtration. La solution filtrée est ajustée à pH 2,20. Les acides aminés sont séparés par chromatographie par échange d'ions et dosés par réaction avec la ninhydrine et détection photométrique à 570 nm.

2.2. Acides aminés totaux

Le mode opératoire dépend des acides aminés à examiner. La cyst(é)ine et la méthionine doivent être oxydées pour devenir de l'acide cystéique et de la méthionine sulfone avant hydrolyse. La tyrosine doit être dosée dans l'hydrolysat d'échantillons non oxydés. Tous les autres acides aminés indiqués au paragraphe 1 peuvent être dosés soit dans un échantillon oxydé soit dans un échantillon non oxydé.

L'oxydation s'effectue à 0 °C à l'aide d'un mélange d'acide performique et de phénol. L'excédent de réactif d'oxydation est décomposé à l'aide de disulfite de sodium. L'échantillon oxydé ou non oxydé est hydrolysé à l'aide d'acide chlorhydrique (c = 6 mol/l) pendant 23 heures. L'hydrolysat est ajusté à pH 2,20. Les acides aminés sont séparés par chromatographie par échange d'ions et dosés par réaction à la ninhydrine et détection photométrique à 570 nm (440 nm pour la proline).

3. Réactifs

Utiliser de l'eau bi-distillée ou de l'eau de qualité équivalente (conductivité NUM>A × E × PM × F

>DEN>B × P × 1 000 = g d'acide aminé par kg d'échantillon

Si un étalon interne est utilisé, multiplier par >NUM>D

>DEN>C

.

>TABLE>

La cystine et la cystéine sont dosées toutes deux sous forme d'acide cystéique dans les hydrolysats de l'échantillon oxydé mais calculées sous forme de cystine (C6H12N2O4S2, MG 240,30) en utilisant un PM de 120,15 (= 0,5 × 240,30).

La méthionine est dosée sous forme de méthionine sulfone dans les hydrolysats de l'échantillon oxydé, mais calculée sous forme de méthionine en utilisant un PM de 149,21 pour la méthionine.

La méthionine libre ajoutée est dosée après extraction sous forme de méthionine; pour le calcul, appliquer la même valeur à PM.

6.1. Le volume de la dilution totale des extraits (F) pour le dosage des acides aminés libres (5.2) est calculé comme suit:

F = 100 ml ×

>NUM>(10 ml + 5ml)

>DEN>10 ml

×

>NUM>Vml

>DEN>10 ml

V = volume de l'extrait final

7. Évaluation de la méthode

La méthode a été testée dans une comparaison interlaboratoire internationale faite en 1990 sur la base de quatre aliments différents (aliment composé pour porc, aliment composé pour poulet de chair, concentré protéique, prémélange). La moyenne et l'écart-type des résultats, après élimination des aberrants, figurent au tableau suivant:

>TABLE>

7.1. Répétabilité

Chiffres de répétabilité pour les acides aminés testés. La répétabilité, exprimée sous forme d'«écart-type à l'intérieur du laboratoire» de la comparaison interlaboratoire susvisée, est indiquée dans les tableaux ci-dessous:

>TABLE>

>TABLE>

7.2. Reproductibilité

Les résultats relatifs à l'écart-type entre laboratoires pour la comparaison interlaboratoire mentionnée ci-dessus figurent au tableau ci-dessous.

>TABLE>

>TABLE>

8. Utilisation de matériaux de référence

L'application correcte de la méthode est vérifiée par répétition des mesures des matériaux de référence certifiés éventuellement disponibles. L'étalonnage au moyen d'une solution d'étalonnage certifiée d'acides aminés est recommandée.

9. Remarques

9.1. Par suite des différences entre appareils analyseurs d'acides aminés, les concentrations finales des solutions d'étalonnage des acides aminés (cf. 3.27.4 et 3.27.5) et de l'hydrolysat (cf. 5.3.4) ont un caractère indicatif.

Le champ de la réponse linéaire de l'appareillage doit être vérifié pour tous les acides aminés.

La solution de référence est diluée avec un tampon au citrate pour donner des surfaces de pic se situant au milieu du champ.

9.2. Dans les cas où un appareillage de chromatographie liquide à haute performance est utilisé pour analyser les hydrolysats, les conditions d'essai doivent être optimisées conformément aux recommandations du fabricant.

9.3. L'application de la méthode aux aliments des animaux contenant plus de 1 % de chlorure (concentré, aliments minéraux, aliments complémentaires) pourrait entraîner une sous-estimation de la méthionine et un traitement spécial est à prévoir.

PARTIE B

4. DOSAGE DES MATIÈRES GRASSES BRUTES

1. Objet et domaine d'application

La méthode est destinée à déterminer la teneur en matières grasses brutes des aliments des animaux. Elle ne concerne pas l'analyse des graines et fruits oléagineux définie dans le règlement n° 136/66/CEE du Conseil du 22 septembre 1966.

L'application des deux procédés décrits ci-après dépend de la nature et de la composition des aliments des animaux et de la raison pour laquelle l'analyse est effectuée.

1.1. Procédé A - Matières grasses directement extractibles

Ce procédé est applicable aux aliments simples d'origine végétale à l'exception de ceux inclus dans le domaine d'application du procédé B.

1.2. Procédé B - Matières grasses brutes totales

Ce procédé est applicable aux aliments simples d'origine animale et à tous les aliments composés. Il doit être utilisé pour tous les aliments dont les matières grasses ne sont pas complètement extractibles sans hydrolyse préalable, par exemple les glutens, les levures, les protéines de pomme de terre et les aliments soumis à des procédés tels que l'extrusion, la floconnisation et le chauffage.

1.3. Interprétation des résultats

Dans tous les cas où l'application du procédé B donne un résultat supérieur à celui résultant de l'application du procédé A, le résultat obtenu par le procédé B sera accepté comme valeur réelle.

2. Principe

2.1. Procédé A

L'échantillon est extrait par de l'éther de pétrole. Le solvant est distillé et le résidu est séché et pesé.

2.2. Procédé B

L'échantillon est traité à chaud par de l'acide chlorhydrique. Le mélange est refroidi et filtré. Après avoir été lavé et séché, le résidu est soumis à l'analyse selon le procédé A.

3. Réactifs

3.1. Éther de pétrole, intervalle d'ébullition: de 40 à 60 °C. L'indice de brome doit être inférieur à 1 et le résidu après évaporation inférieur à 2 mg/100 ml.

3.2. Sulfate de sodium, anhydre.

3.3. Acide chlorhydrique 3 M.

3.4. Adjuvant de filtration par exemple terre de diatomée, Hyflo-supercel.

4. Appareillage

4.1. Extracteur. Si l'appareil est muni d'un siphon (appareil de Soxhlet), le débit du reflux doit être réglé de façon à obtenir dix cycles au moins par heure. S'il s'agit d'un appareil sans siphon, le débit de liquide reflué doit être de 10 ml environ par minute.

4.2. Cartouches d'extraction, exemptes de matière soluble dans l'éther de pétrole, dont la porosité est compatible avec les exigences du point 4.1.

4.3. Étuve à dessiccation, soit par le vide à 75 °C ± 3 °C, soit à pression atmosphérique à 100 °C ± 3 °C.

5. Mode opératoire

5.1. Procédé A (voir observation 8.1)

Peser, à 1 mg près, 5 g de l'échantillon, les introduire dans une cartouche à extraction (4.2) et les recouvrir d'un tampon de coton dégraissé.

Placer la cartouche dans un extracteur (4.1) et extraire durant 6 heures par de l'éther de pétrole (3.1). Recueillir l'extrait dans un ballon sec, muni de quelques fragments de pierre ponce (1) et tarer.

Éliminer le solvant par distillation. Sécher le résidu en plaçant le ballon pendant une heure et demie dans une étuve à dessiccation (4.3). Laisser refroidir dans un dessiccateur et peser. Sécher à nouveau pendant 30 minutes pour s'assurer que le poids de la matière grasse reste constant (la perte de poids entre deux pesées successives doit être inférieure à 1 mg).

5.2. Procédé B

Peser, à 1 mg près, 2,5 g de l'échantillon (voir observation 8.2), les introduire dans un cylindre de 400 ml ou une fiole conique de 300 ml et ajouter 100 ml d'acide chlorhydrique 3 M (3.3) et quelques fragments de pierre ponce. Recouvrir le cylindre d'un verre de montre ou munir la fiole conique d'un réfrigérant à reflux. Amener le mélange à ébullition douce, à l'aide d'une petite flamme ou d'une plaque chauffante, et l'y maintenir durant une heure. Éviter que le produit adhère aux parois du récipient.

Refroidir et ajouter une quantité d'adjuvant de filtration (3.4) suffisante pour éviter toute perte de matières grasses lors de la filtration. Filtrer sur un double papier filtre mouillé, exempt de matières grasses. Laver le résidu à l'eau froide jusqu'à neutralité du filtrat. Vérifier que le filtrat ne contient pas de matières grasses. La présence de celles-ci indique qu'une extraction de l'échantillon par l'éther de pétrole, selon le procédé A, doit être effectuée préalablement à l'hydrolyse.

Placer le double papier-filtre contenant le résidu sur un verre de montre et sécher durant une heure et demie dans l'étuve à 100 °C ± 3 °C.

Introduire le double papier-filtre contenant le résidu sec dans une cartouche à extraction (4.2) et le recouvrir d'un tampon de coton dégraissé. Placer la cartouche dans un extracteur (4.1) et poursuivre le mode opératoire comme indiqué en 5.1, deuxième et troisième alinéas.

6. Calcul des résultats

Exprimer le résultat de la pesée en parts pour-cent d'échantillon.

7. Répétabilité

La différence entre les résultats de deux déterminations parallèles effectuées sur un même échantillon par le même analyste ne doit pas dépasser:

- 0,2 %, en valeur absolue, pour les teneurs en matières grasses brutes inférieures à 5 %,

- 4 % du résultat le plus élevé pour les teneurs de 5 à 10 %,

- 0,4 %, en valeur absolue, pour les teneurs supérieures à 10 %.

8. Observations

8.1. Pour les produits à teneur élevée en matières grasses, difficiles à broyer ou non appropriés au prélèvement d'une prise d'essais réduite homogène, procéder comme suit:

Peser, à 1 mg près, 20 g de l'échantillon et les mélanger à 10 g ou plus de sulfate de sodium anhydre (3.2). Extraire par l'éther de pétrole (3.1) comme indiqué en 5.1. Compléter l'extrait obtenu à 500 ml avec de l'éther de pétrole (3.1) et mélanger. Introduire 50 ml de la solution dans un petit ballon sec, muni de quelques fragments de pierre ponce (2) et tarer. Éliminer le solvant par distillation, sécher et poursuivre le mode opératoire comme indiqué en 5.1, dernier alinéa.

Éliminer le solvant du résidu d'extraction se trouvant dans la cartouche, broyer le résidu à la finesse de 1 mm, le placer à nouveau dans la cartouche (ne pas ajouter de sulfate de sodium) et poursuivre le mode opératoire comme indiqué en 5.1, deuxième et troisième alinéas.

La teneur en matières grasses brutes en parts pour-cent d'échantillon est donnée par la formule:

(10 a + b) × 5

dans laquelle:

a = masse, en grammes, du résidu de la première extraction (partie aliquote de l'extrait),

b = masse, en grammes, du résidu de la seconde extraction.

8.2. La prise d'essai des produits pauvres en matières grasses peut être portée à 5 g.

8.3. Les aliments pour animaux de compagnie ayant une teneur élevée en eau peuvent devoir être mélangés avec du sulfate de sodium anhydre préalablement à l'hydrolyse et à l'extraction selon le procédé B.

8.4. Au paragraphe 5.2, il peut être plus efficace d'utiliser de l'eau chaude au lieu d'eau froide pour laver le résidu après filtration.

8.5. Il se peut que le temps de séchage (1 h 30) doive être allongé pour certains aliments des animaux. Un temps de séchage excessif devrait être évité dans la mesure où il peut donner de faibles résultats. Un four à micro-ondes peut également être utilisé.

8.6. Une première extraction selon le procédé A préalablement à l'hydrolyse et à une deuxième extraction selon le procédé B est recommandée si la teneur en matières grasses brutes est supérieure à 15 %. Dans une certaine mesure, cela dépend de la nature des aliments des animaux et de la nature des matières grasses contenues dans lesdits aliments.

PARTIE C

DOSAGE DE L'OLAQUINDOX (2-[N-2'-(hydroxyethyl)carbamoyl]-3-methylquinoxaline-N1,N4-dioxide)

1. Objet et domaine d'application

La présente méthode permet de doser l'olaquindox dans les aliments des animaux. La limite inférieure de dosage est de 5 mg/kg.

2. Principe

L'échantillon est soumis à une extraction par un mélange eau/méthanol. La teneur en olaquindox est déterminée par chromatographie liquide haute performance (CLHP) en phase inversée, avec détection UV.

3. Réactifs

3.1. Méthanol

3.2. Méthanol de qualité CLHP

3.3. Eau, de qualité CLHP

3.4. Phase mobile pour CLHP

Mélange d'eau (3.3)-Méthanol (3.2), 900 + 100 (V + V)

3.5. Substance étalon: olaquindox pur 2-[N-2'-(hydroxyethyl)carbamoyl]-3-methylquinoxaline-N1,N4-dioxyde, E 851.

3.5.1. Solution étalon mère d'olaquindox, 250 ìg/ml

Peser à 0,1 mg près, 50 mg d'olaquindox (3.5) dans un ballon jaugé de 200 ml et ajouter environ 190 ml d'eau. Placer le ballon pendant 20 minutes dans un bain ultrasonique (4.1). Après traitement ultrasonique, porter la solution à température ambiante, porter le contenu jusqu'au trait avec de l'eau et mélanger. Envelopper le ballon d'une feuille d'aluminium et le placer au réfrigérateur. Renouveler les solutions chaque mois.

3.5.2. Solution étalon intermédiaire d'olaquindox, 25 ìg/ml

Transférer 10,0 ml de solution étalon mère (3.5.1) dans un ballon jaugé de 100 ml, porter au trait avec la phase mobile (3.4) et mélanger. Envelopper le ballon d'une feuille d'aluminium et le placer au réfrigérateur. Renouveler les solutions chaque jour.

3.5.3. Solutions étalon de travail

Dans une série de ballons gradués de 50 ml transférer 1,0, 2,0, 5,0, 10,0, 15,0 et 20,0 ml de solution étalon intermédiaire (3.5.2). Porter au trait avec la phase mobile (3.4) et mélanger. Envelopper les ballons avec une feuille d'aluminium. Ces solutions correspondent respectivement à 0,5, 1,0, 2,5, 5,0, 7,5 et 10,0 ìg d'olaquindox par ml. Renouveler les solutions chaque jour.

4. Appareillage

4.1. Bain ultrasonique

4.2. Agitateur mécanique

4.3. Équipement CLHP à détecteur UV de longueur d'onde variable ou un détecteur à barrettes de diodes

4.3.1. Colonne de chromatographie de 250 mm × 4 mm, C18, particules de 10 ìm, ou équivalent

4.4. Filtre à membrane à 0,45 ìm.

5. Mode opératoire

NB: l'olaquindox est sensible à la lumière. Effectuer toutes les opérations sous lumière diffuse ou utiliser du verre ambré.

5.1. Généralités

5.1.1. Analyser un aliment témoin pour vérifier l'absence d'olaquindox ou de substances interférentes.

5.1.2. Effectuer un test de récupération par analyse d'un aliment témoin auquel il a été ajouté une quantité d'olaquindox, similaire à celle présente dans l'échantillon. Pour obtenir une concentration de 50 mg/kg, transférer 10,0 ml de la solution par étalon mère (3.5.1) dans un ballon conique de 250 ml et concentrer la solution par évaporation à environ 0,5 ml. Ajouter 50 g de l'aliment témoin, mélanger soigneusement et attendre 10 minutes tout en mélangeant de nouveau plusieurs fois avant de procéder à l'extraction (5.2)

NB: Aux fins de la présente méthode, l'aliment témoin doit être d'un type similaire à celui de l'échantillon et aucune présence d'olaquindox ne doit y être détectée.

5.2. Extraction

Peser à 0,01 g près, environ 50 g de l'échantillon. Transférer dans un ballon conique de 1 000 ml, ajouter 100 ml de méthanol (3.1) et placer le ballon pendant 5 minutes dans un bain ultrasonique (4.1). Ajouter 410 ml d'eau et laisser dans le bain ultrasonique pendant 15 minutes encore. Enlever le ballon du bain ultrasonique, l'agiter pendant 30 minutes sur l'agitateur (4.2) et filtrer à travers un filtre plissé. Transférer 10,0 ml du filtrat dans un ballon jaugé de 20 ml, porté jusqu'au trait à l'aide d'eau et mélanger une partie aliquote et filtrée au travers d'un filtre à membrane (4.4). (Voir point 9 Observation.) Procéder au dosage CLHP (5.3).

5.3. Dosage CLHP

5.3.1. Paramètres

Les conditions suivantes sont proposées à titre indicatif, d'autres conditions peuvent être appliquées si elles donnent des résultats équivalents.

>TABLE>

Vérifier la stabilité du système chromatographique en injectant plusieurs fois la solution étalon de travail (3.5.3) contenant 2,5 ìg/ml jusqu'à obtention de hauteurs de pic et de temps de rétention constants.

5.3.2. Courbe de calibration

Injecter chaque solution de travail (3.5.3) plusieurs fois et déterminer les hauteurs (surfaces) de pic moyennes pour chaque concentration. Établir une courbe de calibration en utilisant les hauteurs (surfaces) de pic moyennes des solutions de travail comme ordonnées et les concentrations correspondantes en ìg/ml comme abscisses.

5.3.3. Solution de l'échantillon

Injecter l'extrait de l'échantillon (5.2) plusieurs fois en utilisant le même volume que celui retenu pour les solutions de travail et déterminer la hauteur moyenne (surface) des pics de l'olaquindox.

6. Expression des résultats

À partir de la hauteur (surface) moyenne des pics de l'olaquindox de la solution de l'échantillon, déterminer la concentration de la solution de l'échantillon en ìg/ml par référence à la courbe de calibration (5.3.2).

La teneur t en olaquindox, exprimée en mg/kg de l'échantillon, est donnée par la formule suivante:

t = >NUM>c × 1 000

>DEN>m

formule dans laquelle:

c = la concentration en olaquindox dans l'extrait de l'échantillon (5.2) en ìg/ml

m = la masse de la prise d'essai en g.

7. Validation des résultats

7.1. Identité

L'identité de l'analyte peut être confirmée par co-chromatographie ou à l'aide d'un détecteur à barrettes de diodes qui permet de comparer les spectres de l'extrait de l'échantillon (5.2) et de la solution de travail (3.5.3) contenant 5,0 ìg/ml.

7.1.1. Cochromatographie

Un extrait de l'échantillon (5.2) est additionné d'une quantité appropriée de la solution de travail (3.5.3). La quantité d'olaquindox ajoutée doit être semblable à la quantité d'olaquindox constatée dans l'extrait de l'échantillon.

Seule la hauteur du pic de l'olaquindox doit être augmentée compte tenu de la quantité ajoutée et de la dissolution de l'extrait. La largeur du pic à mi-hauteur, doit se situer à ± 10 % de la largeur initiale du pic d'olaquindox de l'extrait de l'échantillon non supplémenté.

7.1.2. Détection par barrettes de diodes

Évaluer les résultats conformément aux critères suivants:

a) la longueur d'onde d'absorption maximale des spectres de l'échantillon et de l'étalon, enregistrée à l'apex du pic sur le chromatogramme doit s'établir dans une marge déterminée par le pouvoir de résolution du système de détection. Il est généralement de ± 2 nm;

b) entre 220 et 400 nm, les spectres de l'échantillon et de l'étalon enregistrés à l'apex du pic du chromatogramme, ne doivent pas être différents pour les parties du spectre situées entre 10 et 100 % de l'absorbance relative. Ce critère est rempli lorsque les mêmes maxima sont présents et que, nulle part, l'écart observé entre les spectres ne dépasse 15 % de la densité optique du spectre au sommet du pic;

c) entre 220 en 400 nm, les spectres de la courbe ascendante, de l'apex et de la courbe descendante du pic produits par l'extrait de l'échantillon ne doivent pas être différents les uns des autres pour les parties du spectre situées entre 10 et 100 % de l'absorbance relative. Ce critère est rempli lorsque les mêmes maxima sont présents et qu'en tous point observés, la déviation entre les spectres ne dépasse pas 15 % de l'absorbance du spectre de l'apex du pic.

Si l'un de ces critères n'est pas rempli, la présence de l'analyte n'est pas confirmée.

7.2. Répétabilité

La différence entre les résultats de deux dosages parallèles effectués sur le même échantillon ne doit pas dépasser 15 % du résultat supérieur pour les teneurs en olaquindox entre 10 et 200 mg/kg.

7.3. Rendement

Pour un échantillon supplémenté, le rendement doit être au moins de 90 %.

8. Résultats d'une étude interlaboratoire

Une étude interlaboratoire communautaire a été organisée au cours de laquelle 4 échantillons d'aliment pour porcelets, y compris un aliment témoin ont été analysés par 13 laboratoires. Les résultats de l'étude figurent ci-après:

>TABLE>

9. Observation

Bien que la méthode n'ait pas été validée pour les aliments contenant plus de 100 mg/kg d'olaquindox, on peut obtenir des résultats satisfaisants en utilisant une prise d'essai plus faible et/ou en diluant l'extrait (5.2) de façon telle que sa concentration se situe dans la zone de la courbe de calibration (5.3.2).

(1) Remplacer les fragments de pierre ponce par des perles de verre lorsque la matière grasse doit faire l'objet d'examens qualitatifs ultérieurs.